Die Überwachung lebender Zellen in Bioreaktoren ist entscheidend für die Produktion von kultiviertem Fleisch. Die Skalierung erfordert präzise Werkzeuge, um die Zellgesundheit und das Wachstum in Echtzeit zu verfolgen. Dieser Artikel überprüft wichtige Methoden, einschließlich Kapazitätssensoren, Raman-Spektroskopie und Fluoreszenz, und hebt ihre Stärken und Einschränkungen für industrielle Anwendungen hervor.
Wichtige Erkenntnisse:
- Kapazitätssensoren: Messen kontinuierlich die Dichte lebensfähiger Zellen. Effektiv für adhärente Zellen, aber empfindlich gegenüber Zellgrößenänderungen.
- Raman-Spektroskopie: Verfolgt Metaboliten wie Glukose und Laktat. Ideal für wässrige Umgebungen, erfordert jedoch komplexe Kalibrierung.
- Fluoreszenz: Überwacht die Stoffwechselaktivität über NADH/NADPH-Signale. Schnell, aber beeinflusst durch Hintergrundsignale des Mediums.
Herausforderungen:
- Traditionelle Tests wie Trypanblau sind destruktiv und langsam.
- Hohe Zelldichten und komplexe Medien stören optische Methoden.
- Sensorverschmutzung und Kalibrierungsbedarf begrenzen die Effizienz.
Die Wahl der richtigen Methode hängt von den Prozessanforderungen, dem Bioreaktormaßstab und den Sterilitätsanforderungen ab. Für großangelegte Operationen führt die Kombination mehrerer Techniken oft zu den besten Ergebnissen.
Kapazitive Sensoren für die Bestimmung der lebensfähigen Zelldichte
Wie die dielektrische Spektroskopie funktioniert
Kapazitive Sensoren, auch bekannt als Hochfrequenz-Impedanzsensoren, behandeln lebende Zellen, als wären sie winzige kugelförmige Kondensatoren. Wenn ein elektrisches Feld auf eine Zellaufschlämmung angewendet wird, beginnen Ionen im Kulturmedium und im Zellzytoplasma sich zu bewegen. Sie stoßen schließlich auf die nicht leitende Plasmamembran, was Polarisation - eine Ladungstrennung über die Membran [5][6].
Hier ist der Schlüssel: Nur Zellen mit intakten Membranen können polarisieren. Tote Zellen, die keine intakten Membranen haben, können keine Ionen einfangen und tragen daher nicht zum Kapazitätssignal bei [5][7]. John Carvell, Verkaufs- und Marketingleiter bei Aber Instruments Ltd., erklärt dies gut:
"Radiofrequenz (RF) Impedanz... wird allgemein als die robusteste und zuverlässigste Methode angesehen, um die Konzentration lebender Zellen in der Säugetierzellkultur zu überwachen." [5]
Dielektrische Spektroskopie baut darauf auf, indem sie die dielektrischen Eigenschaften (oder Permittivität) der Zellaufschlämmung über verschiedene Frequenzen misst. Dieser Prozess erzeugt eine β-Dispersionskurve, die zeigt, wie die Fähigkeit der Zellen zur Polarisierung abnimmt, wenn die Frequenz des elektrischen Feldes steigt [6].Eine Einzelfrequenzmessung spiegelt oft das lebensfähige Biovolumen wider - das gesamte Volumen, das von lebenden Zellen eingenommen wird - anstatt nur die Anzahl der Zellen. Größere Zellen tragen natürlich mehr zum Signal bei als kleinere [5][6].
Diese Prinzipien bilden das Rückgrat der Kapazitätssensortechnologie und machen sie zu einem wertvollen Werkzeug in Bioreaktorsystemen.
Verwendung von Kapazitätssensoren in kultivierten Fleischbioreaktoren
Kapazitätssensoren sind mit sowohl Einweg- als auch Mehrweg-Bioreaktorsystemen kompatibel. Für Einweg-Setups können Einweg-Sensorscheiben in flexible Folienbeutel eingeschweißt oder durch vorgefertigte Rohranschlüsse eingeführt werden [5][9]. In Edelstahl-Systemen werden wiederverwendbare 12-mm-Sonden über sterile Anschlüsse verbunden [9].
Ein praktisches Beispiel stammt von der Universität Aachen, wo Forscher das BioPAT ViaMass-System in einem 20-Liter-Einweg-Bioreaktor mit Schaukelbewegung einsetzten, um CHO DG44-Zellen zu überwachen. Sie erreichten eine starke Korrelation (Regressionskoeffizient von 0,95) zwischen Kapazitätsmessungen und dem gesamten Zellvolumen [5]. Ähnlich verwendete Xpand Biotechnology in den Niederlanden Aber-Biomassesensoren in ihrem Scinus-Zellexpansionssystem, um mesenchymale Stammzellen (MSCs) zu verfolgen, die auf Mikrokügelchen bei einer Dichte von 60 g/L gezüchtet wurden. Die Sensoren verfolgten effektiv Wachstumsprofile über Volumina von 150 mL bis 1 Liter, wobei die Ergebnisse eng mit Offline-Referenzmessungen übereinstimmten [5].
Für die Produktion von kultiviertem Fleisch sind Kapazitätssensoren besonders effektiv, wenn sie mit anhaftenden Zellen auf Mikrokügelchen arbeiten.Im Gegensatz zu optischen Methoden, die bei festen Trägern Schwierigkeiten haben können, können Kapazitätssensoren diese Strukturen durchdringen. Diese Fähigkeit macht sie besonders nützlich für die Überwachung von ankerabhängigen Zellen, einem Eckpfeiler der kultivierten Fleischproduktion [8].
Stärken und Schwächen von Kapazitätssensoren
Kapazitätssensoren bieten kontinuierliche, Echtzeitdaten ohne die Kontaminationsrisiken oder Verzögerungen, die mit manuellen Probenahmen verbunden sind. Sie sind derzeit die einzigen kommerziell verfügbaren Online-Tools zur Bewertung der Zellviabilität in industriellen Bioprozessen [7]. Während traditionelle Offline-Methoden wie Trypanblau-Assays einen relativen Fehler von etwa 10% aufweisen, kann die Kapazitätsfrequenzabtastung diesen Fehler auf zwischen 5,5% und 11% reduzieren [6].
Allerdings haben diese Sensoren auch ihre Einschränkungen.Einzel-Frequenz-Messungen können nicht zwischen einer Zunahme der Zellzahl und einer Zunahme der Zellgröße unterscheiden. Wenn beispielsweise Zellen während eines Laufs erheblich im Durchmesser wachsen - sei es aufgrund von Stress oder der Todesphase - könnte das Signal die tatsächliche Zellzahl falsch darstellen, es sei denn, es wird ein Multi-Frequenz-Scanning verwendet [6]. Darüber hinaus können Änderungen im Suspensionsmedium, wie Futterzugaben oder Verdünnungen, vorübergehende "Einbrüche" in den Daten verursachen, die keine realen Biomasseänderungen widerspiegeln [5]. In Bioreaktoren mit Schaukelbewegung kann der Sensor vorübergehend den gasförmigen Kopfraum erfassen, was fortschrittliche Filteralgorithmen erfordert, um Signalstörungen zu vermeiden [5].
Diese Faktoren sind entscheidend, wenn es darum geht, die Überwachung lebender Zellen für die Produktion von kultiviertem Fleisch fein abzustimmen.
Spektroskopiemethoden für die Lebendzell-Analyse
Raman- und NIR-Spektroskopie
Die Raman-Spektroskopie nutzt inelastische Lichtstreuung eines 785 nm Lasers, um einen molekularen Fingerabdruck zu erzeugen, der die gleichzeitige Messung von Metaboliten wie Glukose, Laktat, Glutamin und Ammonium ermöglicht. Andererseits erkennt die NIR-Spektroskopie (800–2.500 nm) optische Absorptionen von Obertönen und Kombinationsbändern [10][12][13][14]. Die minimale Empfindlichkeit von Raman gegenüber Wasser macht es ideal für wässrige Umgebungen wie Zellkulturen, während die hohe Wasserempfindlichkeit von NIR - aufgrund des starken O–H-Strecksignals - kritische biochemische Daten verschleiern kann [10][12][14].
Im März 2017 verglich Lonza Biologics NIR, Raman und 2D-Fluoreszenz in 15 mL Miniatur-Bioreaktoren (ambr™-System). Sie fanden heraus, dass Raman am zuverlässigsten für die Messung von Laktat und Glukose war, während NIR besser für die Vorhersage von Glutamin- und Ammoniumionenkonzentrationen geeignet war [10][11].
Im April 2022 integrierten Forscher bei Sartorius Stedim Biotech eine Inline-Raman-Durchflusszelle in den zellfreien Erntefluss eines CHO-Zellperfusionsprozesses. Mit einem HyperFluxPRO Raman-Spektrometer mit einem 785 nm Laser erreichten sie eine automatisierte Glukose-Rückkopplungssteuerung, die Konzentrationen von 4 g/L und 1,5 g/L mit einer Variabilität von ±0,4 g/L über mehrere Tage aufrechterhielt [13]. J.Lemke von Sartorius Stedim Biotech bemerkte:
"Die Ergebnisse zeigen das hohe Potenzial der Raman-Spektroskopie für die fortschrittliche Prozessüberwachung und -steuerung eines Perfusionsprozesses mit einem Bioreaktor und einer skalenunabhängigen Messmethode." [13]
Im Mai 2011 verwendete Bristol-Myers Squibb eine Inline-Raman-Sonde in 500-Liter-Bioreaktoren, um mehrere Parameter zu überwachen, darunter Glutamin, Glutamat, Glukose, Laktat, Ammonium, lebensfähige Zelldichte (VCD) und Gesamtzelldichte (TCD). Spektren wurden alle zwei Stunden mit einem Kaiser Optical Systems RamanRXN3-Instrument gesammelt, was die Fähigkeit von Raman zeigt, Nährstoffzunahmen und Metabolitenabnahmen während der Fütterungszugaben in der Großserienfertigung zu verfolgen [14].
Während Raman- und NIR-Spektroskopie detaillierte chemische Einblicke liefern, bieten Fluoreszenz- und UV-Vis-Methoden komplementäre Perspektiven auf den Zellstoffwechsel und die Biomasse.
Fluoreszenz- und UV-Vis-Spektroskopie
Die UV-Vis-Spektroskopie misst die Lichtabsorption oder -streuung, um die Gesamtbiomasse zu schätzen [16]. Diese einfache und weit verbreitete Methode hat jedoch Schwierigkeiten, zwischen lebensfähigen und toten Zellen zu unterscheiden, und wird bei höheren Zelldichten weniger genau [16].
Die Fluorometrie, die empfindlicher als UV-Vis ist, konzentriert sich auf spezifische intrazelluläre Marker wie NADH und NADPH, Indikatoren für die Stoffwechselaktivität. Die In-situ-Fluorometrie verwendet 366 nm ultraviolettes Licht, um NADH/NADPH zu erregen, das dann bei etwa 460 nm fluoresziert [16].Veer Pramod Perwez erklärt:
"Die einzige bisher entwickelte kontinuierliche Überwachungsstrategie, die Informationen über den biochemischen oder metabolischen Zustand der Zellpopulation liefert, ist die In-situ-Fluorometrie." [16]
In der Produktion von kultiviertem Fleisch, wo Echtzeitdaten entscheidend sind, liefert Fluoreszenz schnelle Rückmeldungen zu metabolischen Veränderungen, während UV-Vis eine kostengünstige Möglichkeit bietet, die Biomasse abzuschätzen. Fluoreszenz kann metabolische Verschiebungen verfolgen und den Substratabbau in Echtzeit durch Überwachung der NADH-Werte erkennen. In einer Studie beispielsweise maß die 2D-Fluoreszenz Ammoniumkonzentrationen mit einem RMSECV von 0,031 g/L und übertraf sowohl Raman als auch NIR in Miniatur-Bioreaktor-Setups [11]. Darüber hinaus können automatisierte mikrofluidische Plattformen die Hellfeldmikroskopie (zur Messung der Gesamtzellkonzentration) mit der Fluoreszenzdetektion unter Verwendung von Propidiumiodid kombinieren, um die Zellviabilität in nur 10 zu bestimmen.3 Minuten [15].
Vergleich verschiedener Spektroskopiemethoden
Beim Vergleich dieser Techniken hat jede ihre eigenen Stärken für das Bioreaktormonitoring. Raman sticht hervor durch seine Fähigkeit, Glukose-, Laktat- und Antikörpertiter vorherzusagen, dank seiner molekularen Fingerabdrücke und der geringen Störung durch Wasser [10][11]. NIR, trotz seiner Empfindlichkeit gegenüber Wasser, ist effektiver für die Überwachung von Glutamin und Ammonium [10][12]. Fluoreszenz bietet detaillierte Einblicke in die Stoffwechselaktivität und Lebensfähigkeit, während UV-Vis eine einfache und kostengünstige Wahl für die Schätzung der Gesamtbiomasse bleibt [16].
Die multivariate Analyse verbessert die Interpretation komplexer Spektren und ermöglicht die gleichzeitige Überwachung mehrerer Analyten [10][13][14]. Für die Produktion von kultiviertem Fleisch hängt die Auswahl der richtigen Spektroskopiemethode von den zu überwachenden Metaboliten, dem Maßstab des Bioreaktors und der Verwendung von Einweg- oder Mehrwegsystemen ab. Diese Techniken ermöglichen zusammen eine präzise Zellüberwachung, wobei die Kompatibilität von Raman mit wässrigen Umgebungen und seine Multi-Analyten-Fähigkeiten es besonders attraktiv für groß angelegte Operationen machen [13][14].
Säugetierzellkultur - Raman als Mittel zur Überwachung &und Steuerung von Upstream-Bioprozessen
sbb-itb-ffee270
Fortgeschrittene Methoden für Zellphysiologie und Lebensfähigkeit
Neben der Spektroskopie bieten fortschrittliche Techniken tiefere Einblicke in die Zellphysiologie und Lebensfähigkeit.
FTIR zur Überwachung der Zelllebensfähigkeit und Apoptose
Die FTIR-Spektroskopie nutzt molekulare Schwingungen in Proteinen, Lipiden und Kohlenhydraten, um Nährstoffstress und frühe Apoptose zu erkennen, beides kritische Marker für den Rückgang der Zellgesundheit in kultivierten Fleischbioreaktoren.
Ein Ansatz, ATR-FTIR (Attenuated Total Reflection), analysiert die spektrale Variabilität in Hochwellenzahlbereichen, um zwischen gesunden und nährstoffdefizienten Zellen zu unterscheiden. Im Mai 2024, Forscher bei Dxcover Ltd.verwendete eine ATR-FTIR-Plattform mit Einweg-Interne-Reflexionselementen (IREs), um die Gesundheit von CHO-Zellen zu überwachen. Mit Hilfe der Hauptkomponentenanalyse (PCA) konnten sie erfolgreich gesunde Zellen von nährstoffdefizienten in PC-Raum unterscheiden. Die Plattform erreichte beeindruckende Multi-Output R²-Werte nahe 0,98 für Glukose und Milchsäure und bot Echtzeiteinblicke in die Zellviabilität [17]. Da der Aufbau von Milchsäure zum Zelltod führen kann, ermöglicht diese Echtzeitüberwachung rechtzeitige Eingriffe zur Erhaltung der Zellgesundheit.
Moderne FTIR-Systeme sind mit Einweg-IREs oder eingetauchten Sonden für die direkte Integration in Bioreaktor-Umgebungen konzipiert. Diese Einrichtung bietet nicht nur Echtzeitdaten, sondern reduziert auch das Kontaminationsrisiko [17].Wie in Frontiers in Bioengineering and Biotechnology hervorgehoben:
"Spektroskopiebasierte Technologien eignen sich gut als PAT-Ansätze, da sie nicht destruktiv sind und nur minimale Probenvorbereitung erfordern." [17]
Durch die Erweiterung dieser Fähigkeiten adressiert das Multi-Frequenz-Kapazitätsscanning die Einschränkungen von Einfrequenzmethoden.
Multi-Frequenz-Kapazitätsscanning
Während Einfrequenz-Kapazitätssensoren nützlich sind, um das Volumen lebensfähiger Zellen (VCV) zu messen, haben sie Schwierigkeiten, zwischen Änderungen in Zellgröße und Zellanzahl zu unterscheiden. Diese Einschränkung wird besonders problematisch während der Apoptose, wenn die Zelldurchmesser oft zunehmen [18].Multi-Frequency-Kapazitätsscanning löst dieses Problem, indem es die Permittivität über einen Bereich von 50–20.000 kHz misst und die β-Dispersion-Kurve erfasst, um die Konzentration lebensfähiger Zellen unabhängig von Größenvariationen genau zu bewerten [18].
Im Oktober 2019 nutzten Forscher bei Sartorius Stedim Biotech eine Aber Instruments FUTURA pico Sonde, um DG44 CHO-Zellen in 250 mL Bioreaktoren zu überwachen. Durch die Anwendung von Orthogonal Partial Least Squares (OPLS) Modellierung auf 25 diskrete Frequenzen reduzierten sie die VCC-Vorhersagefehler auf nur 5,5% bis 11%, eine signifikante Verbesserung gegenüber den 16% bis 23% Fehlerquoten, die bei Einzelfrequenzmessungen beobachtet wurden [18]. Das Modell verfolgte effektiv Zellkonzentrationen von über 10 Millionen Zellen/mL und identifizierte schnell Abweichungen, die durch Verdünnung und Fütterungsänderungen verursacht wurden, mit Fehlermargen von 6,7% bis 13.2% [18].
Die charakteristische Frequenz (fC), die den Punkt angibt, an dem die zelluläre Polarisation zur Hälfte abgeschlossen ist, verschiebt sich basierend auf Zellgröße und Polarisierbarkeit. Dies bietet einen zusätzlichen Marker für physiologische Veränderungen, insbesondere während der Zellsterbephase, wenn die Morphologie bemerkenswerte Transformationen durchläuft [18]. Wie Analytical and Bioanalytical Chemistry erklärt:
"Die Einflüsse von VCC und Zelldurchmesser auf das Permittivitätssignal sind mit einer Frequenzmessung nicht unterscheidbar." [18]
Vergleich analytischer Methoden zur Überwachung lebender Zellen
Vergleich analytischer Methoden zur Überwachung lebender Zellen in Bioreaktoren
Dieser Abschnitt betrachtet genauer die wichtigsten analytischen Methoden, die zur Überwachung lebender Zellen in kultivierten Fleisch-Bioreaktoren verwendet werden, basierend auf den zuvor diskutierten fortschrittlichen Techniken.
Die Auswahl der besten Methode erfordert ein Gleichgewicht zwischen Genauigkeit, Geschwindigkeit und Praktikabilität. Jede Technik bietet unterschiedliche Stärken, sei es die Verfolgung der lebensfähigen Zelldichte, die Überwachung der Stoffwechselaktivität oder die Aufrechterhaltung der Sterilität in Einwegsystemen.
Kapazitive Sensoren sind derzeit die einzigen kommerziell verfügbaren Online-Optionen, die speziell für die Überwachung der Lebensfähigkeit entwickelt wurden [7].Diese Sensoren messen das Volumen lebensfähiger Zellen, indem sie die Polarisation von Zellen mit intakten Membranen in einem wechselnden elektrischen Feld erkennen. Während Einfrequenzsysteme bei variierenden Zellgrößen mit der Genauigkeit kämpfen können, verbessert das Scannen mit mehreren Frequenzen die Präzision erheblich und erreicht Fehlermargen von 5,5 %–11 % [18].
Spektroskopische Methoden - wie Raman-, NIR- und Fluoreszenzspektroskopie - bieten einen umfassenderen Überblick über die Stoffwechselaktivität, indem sie mehrere Parameter neben der Biomasse verfolgen. Diese Methoden sind nicht-invasiv und daher ideal für Einweg-Bioreaktoren, bei denen Sterilität entscheidend ist. Sie bringen jedoch Herausforderungen mit sich: Spektroskopische Systeme erfordern eine umfangreiche Kalibrierung mit chemometrischen Modellen und sind oft mit höheren Anfangskosten im Vergleich zu Kapazitätsmesssonden verbunden.
FTIR-Spektroskopie ist besonders effektiv bei der Erkennung früher Anzeichen von Apoptose und Nährstoffstress durch molekulare Schwingungsanalyse. Allerdings schränkt ihre starke Wasserabsorption ihre Nützlichkeit für die kontinuierliche Inline-Überwachung in wässrigen Umgebungen ein [7]. Stattdessen funktioniert FTIR am besten als At-Line-Methode, insbesondere wenn sie mit multivariater Analyse für das Echtzeit-Metaboliten-Tracking kombiniert wird.
Vergleichstabelle der analytischen Methoden
| Methode | Echtzeitfähigkeit | Bioreaktor-Kompatibilität | Kalibrierungsbedarf | Hauptbeschränkungen |
|---|---|---|---|---|
| Kapazitätssensoren | Ja (In-line/On-line) | Hoch (Rühr-, Schaukel-, Einwegbioreaktoren) | Niedrig bis moderat | Empfindlich gegenüber Gasblasen und Änderungen in Zellgröße/Morphologie |
| Raman-Spektroskopie | Ja (In-line) | Moderat (Erfordert Sondenanschluss) | Hoch (Chemometrie) | Hohe Gerätekosten; komplexe Dateninterpretation |
| NIR-Spektroskopie | Ja (In-line/At-line) | Hoch | Hoch (Multivariat) | Empfindlichkeit gegenüber Wasserinterferenzen und Medienänderungen |
| Fluoreszenz | Ja (In-line) | Hoch | Moderat | Hintergrundfluoreszenz aus Medien; Photobleichen |
| FTIR | Ja (At-line) | Moderat | Hoch | Starke Wasserabsorption begrenzt die In-line-Nutzung in wässrigen Medien |
Für die Produktion von kultiviertem Fleisch, bei der Präzision und Zuverlässigkeit unverzichtbar sind, ist die Anpassung analytischer Methoden an spezifische Prozessanforderungen der Schlüssel zur Erreichung optimaler Bioreaktorleistung. Plattformen wie
Fazit und Empfehlungen
Die Auswahl der richtigen Analysemethode erfordert ein Gleichgewicht zwischen Prozessanforderungen und Faktoren wie Maßstab, Kosten und regulatorischen Anforderungen. Ihre Wahl hängt von wichtigen Überlegungen ab, wie z.B. ob Ihre Zellen adhärent oder an Suspension angepasst sind, wie oft eine Überwachung erforderlich ist und wie viel Invasivität toleriert werden kann, während die Sterilität gewahrt bleibt [1]. Angesichts der erheblichen Zellanforderungen bei der Produktion von kultiviertem Fleisch [1] ist Präzision in der Überwachung unverzichtbar.
Schlüsselfaktoren für die Auswahl von Analysemethoden
Echtzeitüberwachung sollte oberste Priorität haben.Online-Systeme ermöglichen die Erfassung von Daten vor Ort, ohne Proben zu entnehmen, was sie effizienter und weniger fehleranfällig macht im Vergleich zu Offline-Methoden, die arbeitsintensiv sind und das Risiko einer Kontamination bergen [3][1]. Für großtechnische Bioreaktoren - bis zu 2.000 Liter oder mehr - sind nicht-invasive Techniken wie Raman- oder NIR-Spektroskopie besonders nützlich. Diese Methoden sind reagenzienfrei und können mehrere Parameter wie Glukose, Laktat und Aminosäuren gleichzeitig überwachen [1][3]. Diese multivariate Fähigkeit reduziert nicht nur die Überwachungskosten, sondern erhält auch die sterile, lebensmitteltaugliche Umgebung, die für die Einhaltung von Vorschriften erforderlich ist [19].
Empfindlichkeit und Dynamikbereich sind ebenso wichtig bei der Analyse komplexer biologischer Medien.Lumineszenzbasierte Assays bieten im Allgemeinen eine höhere Empfindlichkeit als Fluoreszenz- oder Absorptionsmethoden [2]. In der Zwischenzeit erzeugen fortschrittliche spektroskopische Techniken komplexe Datensätze, die oft maschinelles Lernen oder chemometrische Werkzeuge für die richtige Analyse erfordern [3][1]. Für eine einfachere Lösung sind kapazitätsbasierte Sensoren effektiv zur Überwachung der Zellviabilität.
Skalierbarkeit und regulatorische Konformität sind entscheidend für die kommerzielle Produktion. Sensoren in diesen Umgebungen müssen einer Hochtemperatursterilisation standhalten, das Auslaugen minimieren und über längere Zeiträume ohne Neukalibrierung arbeiten. Automatisierte, bildbasierte Tracking-Systeme können auch mit Zeitstempeln versehene, auditbereite Dokumentationen bereitstellen, die für regulatorische Einreichungen bei Behörden wie der FDA und EMA entscheidend sind [4].Diese Anforderungen unterstreichen die Bedeutung der Beschaffung der richtigen Ausrüstung von spezialisierten Lieferanten.
Optimierung der Ausrüstungsbeschaffung mit Cellbase
Angesichts der technischen und regulatorischen Komplexität ist die Beschaffung der richtigen analytischen Ausrüstung entscheidend. Allgemeine Laborplattformen verfügen oft nicht über die auf die kultivierte Fleischindustrie zugeschnittene Expertise.
FAQs
Welche Vorteile bieten Kapazitätssensoren in Bioreaktoren für die Produktion von kultiviertem Fleisch?
Kapazitätssensoren bieten eine echtzeitliche, nicht-invasive Möglichkeit, die lebensfähige Zellbiomasse in Bioreaktoren zu messen. Sie liefern präzise und zuverlässige Daten, ohne den Prozess zu unterbrechen, was sie zu einer exzellenten Wahl für die Überwachung von Zellwachstum und -gesundheit macht.
Diese Sensoren funktionieren nahtlos in Systemen aller Größen, von kleinen Aufbauten bis hin zu großen Einweg-Industriebioreaktoren. Diese Flexibilität verbessert das Prozessmanagement, minimiert die Abhängigkeit von Offline-Probenahmen und optimiert die Produktionsabläufe.Durch das Anbieten detaillierter Einblicke in die Zellaktivität spielen Kapazitätssensoren eine Schlüsselrolle bei der Verfeinerung von Bioprozessen, insbesondere bei der Produktion von kultiviertem Fleisch.
Was sind die Vorteile der Raman-Spektroskopie zur Überwachung von Zellmetaboliten in Bioreaktoren?
Die Raman-Spektroskopie ermöglicht eine Echtzeit-, nicht-invasive Verfolgung wichtiger Zellmetaboliten direkt in Bioreaktoren. Dieser Ansatz eliminiert die Notwendigkeit, Proben zu entnehmen, und reduziert das Kontaminationsrisiko erheblich. Sie kann gleichzeitig eine Reihe von Verbindungen messen, wie Glukose, Laktat, Ammonium und Produkttiter, was sie zu einem effizienten Werkzeug für verlängerte Prozesse wie Perfusionsläufe macht.
Im Vergleich zu anderen Methoden liefert die Raman-Spektroskopie oft höhere Präzision für wichtige Metaboliten wie Glukose und Laktat. Sie kann unter bestimmten Bedingungen sogar Techniken wie Nahinfrarot (NIR) und 2D-Fluoreszenz übertreffen. Im Gegensatz zu traditionellen Offline-Methoden wie HPLC oder kolorimetrischen Tests arbeitet die Raman-Spektroskopie kontinuierlich, wodurch Zeit und Ressourcen gespart werden, während die Integrität der Zellkultur erhalten bleibt.
In der Produktion von kultiviertem Fleisch sticht die Raman-Spektroskopie durch ihre Kompatibilität mit kompakten Bioreaktoren und ihre Fähigkeit hervor, zuverlässige, kalibrierungsfreie Messungen bereitzustellen. Für diejenigen, die Raman-basierte Überwachungswerkzeuge benötigen, bietet
Was sind die Herausforderungen bei der Verwendung optischer Methoden in Bioreaktoren mit hoher Zelldichte?
In Umgebungen mit hoher Zelldichte stehen optische Methoden vor Herausforderungen wie erhöhter Lichtstreuung und Medientrübung, die Messungen verfälschen können.Die Ansammlung von Zelltrümmern kann die Signale schwächen und nichtlineare Reaktionen verursachen, was es noch schwieriger macht, genaue Messwerte zu erzielen.
Diese Probleme sind besonders problematisch in Bioreaktoren, wo sich die Bedingungen ständig ändern und komplex sind. Um diese Einschränkungen zu überwinden und eine zuverlässige Überwachung zu gewährleisten, können fortschrittlichere Analysetechniken erforderlich sein.
